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Diagnostic et traitement des microsporidioses

Diagnostic

Prélèvements à réaliser :

Microsporidioses intestinales : Un prélèvement de selles avec recherche de microsporidies sera réalisé chez les patients immunodéprimés présentant des diarrhées aigües ou chroniques. Les microsporidies peuvent également être responsables de diarrhées chez les patients immunocompétents, qu’ils aient voyagé ou non.

Localisations extradigestives : Le prélèvement réalisé sera fonction de la localisation suspectée (urines, lavage bronchiolo-alvéolaire, grattage cornéen …).

Diagnostic microscopique :

Les méthodes microscopiques restent délicates et requièrent un bon niveau d’expertise du fait de la petite taille des spores, en particulier d’E. bieneusi (≈1-2 µm). Celles-ci sont réalisées sur un frottis de selles après fixation. Les colorations trichromiques (Weber) permettent de colorer les spores en rose sur un fond vert, mais sont parfois difficiles à lire du fait de la coloration d’autres éléments en rose. Les colorations utilisant des agents fluorescents (Uvitex® 2B, Calcofluor) marquant la chitine permettent d’améliorer nettement la sensibilité du diagnostic [1,2]. Sur tissus, les microsporidies peuvent aussi être visualisées par l’utilisation colorations courantes (May Grunwald Giemsa, Hématoxyline Eosine…). L’avantage des colorations évoquées précédemment est de permettre la détection de l’ensemble des genres microsporidiens. En revanche, ces techniques ne permettent pas l’identification spécifique des espèces en cause. Un réactif commercial d’immunofluorescence permet la détection et l’identification des 2 espèces les plus fréquemment responsables d’infections intestinales, E. bieneusi et E. intestinalis, grâce à l’utilisation d’anticorps monoclonaux [3].

Diagnostic moléculaire :

Différentes techniques d’amplification génique par PCR conventionnelle ont été décrites et permettent notamment d’identifier après séquençage les espèces impliquées (indispensable pour le choix du traitement) [4]. En effet, du fait de la grande diversité génétique des microsporidies, il n’existe pas de PCR en temps réel permettant de détecter l’ensemble des espèces susceptibles d’infecter l’Homme. En revanche, pour le diagnostic des microsporidioses intestinales, il existe des techniques de PCR en temps réel « maisons » ou commerciales permettant de détecter E. bieneusi et E. intestinalis [5-7].

Traitement

Le traitement des microsporidioses intestinales inclura une réhydratation orale ou intraveineuse et une prise en charge symptomatique des diarrhées. Les traitements anti-microsporidiens ne permettront pas une guérison complète des patients immunodéprimés, chez qui une restauration de l’immunité sera indispensable, notamment afin d’éviter les rechutes qui sont relativement fréquentes. Chez les patients atteints par le VIH, l’instauration du traitement antirétroviral et la restauration de l’immunité cellulaire tiendra un rôle central dans la guérison. Chez les patients recevant des immunosuppresseurs, une réévaluation des doses d’immunosuppresseurs sera discutée. Chez les patients immunocompétents sans signe de gravité, une simple prise en charge symptomatique pourra suffire, l’infection évoluant favorablement de façon spontanée.

L’utilisation de molécules anti-microsporidiennes nécessitera au préalable l’identification de l’espèce responsable de l’infection afin de proposer un traitement adapté :

  • Les infections impliquant E. bieneusi seront traitées par la fumagilline (Flinsit®) à la posologie de 3x20mg/jours pendant 14 jours [8]. Bien que la fumagilline possède également une activité sur les Encephalitozoon spp., elle n’est recommandée que dans le traitement des infections par E. bieneusi du fait de sa toxicité, d’autres molécules moins toxiques étant efficace sur les Encephalitozoon spp. En effet, la fumagilline possède une toxicité médullaire et est responsable de thrombopénies et granulocytopénies, nécessitant un suivi hématologique durant la phase de traitement. Ces complications sont réversibles en 2 à 4 semaines après arrêt du traitement [8]. L’absence de modèle de culture in vitro d’E. bieneusi rend difficile l’évaluation d’autres molécules utilisables pour son traitement.
  • L’albendazole a montré son efficacité pour le traitement des infections causées par le genre Encephalitozoon spp. Les études menées montrent qu’un traitement par 2x400mg/j permet de guérir les malades en 2 à 4 semaines [9]. L’albendazole semble également efficace dans le traitement des infections impliquant Anncaliia algerae et Trachipleistophora sp.

La prise en charge des kératites associera un traitement topique et systémique. Différentes associations ont été décrites dans la littérature mais il n’existe pas de recommandations. Les molécules qui semblent présenter la meilleure efficacité sont de nouveau l’albendazole et la fumagilline [9]. Chez les patients immunocompétents atteints par V. corneae, l’infection semble guérir spontanément en quelques jours dans la majorité des cas [10]. Chez les patient immunodéprimés, l’infection poursuivra son évolution sans prise en charge thérapeutique. La place de la kératoplastie reste discutée.

Références

  1. Vávra J, Dahbiová R, Hollister WS, Canning EU. Staining of microsporidian spores by optical brighteners with remarks on the use of brighteners for the diagnosis of AIDS associated human microsporidioses. Folia Parasitol (Praha). 1993;40(4):267-72
  2. van Gool T, Snijders F, Reiss P, Eeftinck Schattenkerk JK, van den Bergh Weerman MA, Bartelsman JF, Bruins JJ, Canning EU, Dankert J. Diagnosis of intestinal and disseminated microsporidial infections in patients with HIV by a new rapid fluorescence technique. J Clin Pathol. 1993 Aug;46(8):694-9
  3. Alfa Cisse O, Ouattara A, Thellier M, Accoceberry I, Biligui S, Minta D, Doumbo O, Desportes-Livage I, Thera MA, Danis M, Datry A. Evaluation of an immunofluorescent-antibody test using monoclonal antibodies directed against Enterocytozoon bieneusi and Encephalitozoon intestinalis for diagnosis of intestinal microsporidiosis in Bamako (Mali). J Clin Microbiol. 2002 May;40(5):1715-8
  4. Katzwinkel-Wladarsch S, Lieb M, Helse W, Löscher T, Rinder H. Direct amplification and species determination of microsporidian DNA from stool specimens. Trop Med Int Health. 1996 Jun;1(3):373-8
  5. Heyworth MF. Molecular diagnosis of human microsporidian infections. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2017 Sep 1;111(9):382-383
  6. Menotti J, Cassinat B, Sarfati C, Liguory O, Derouin F, Molina JM. Development of a real-time PCR assay for quantitative detection of Encephalitozoon intestinalis DNA. J Clin Microbiol. 2003 Apr;41(4):1410-3
  7. Menotti J, Cassinat B, Porcher R, Sarfati C, Derouin F, Molina JM. Development of a real-time polymerase-chain-reaction assay for quantitative detection of Enterocytozoon bieneusi DNA in stool specimens from immunocompromised patients with intestinal microsporidiosis. J Infect Dis. 2003 May 1;187(9):1469-74
  8. https://www.has-sante.fr/portail/upload/docs/application/pdf/ct032497.pdf
  9. Didier ES. Effects of albendazole, fumagillin, and TNP-470 on microsporidial replication in vitro. Antimicrob Agents Chemother. 1997 Jul;41(7):1541-6
  10. Das S, Sahu SK, Sharma S, Nayak SS, Kar S. Clinical trial of 0.02% polyhexamethylene biguanide versus placebo in the treatment of microsporidial keratoconjunctivitis. Am J Ophthalmol. 2010 Jul;150(1):110-115

 

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